干細胞是怎樣“養出來”的？

一、清洗與分離：獲取富含MSC的“華通氏膠”組織

1、材料準備

新鮮臍帶組織（最好在出生后36小時內處理）

無菌PBS（磷酸鹽緩沖鹽水）、無菌手術刀、無菌剪刀/鑷子、10cm無菌解剖皿、50ml離心管

2、去除雜質

將臍帶置于無菌解剖皿中，用PBS反復沖洗，去除殘余血液及運輸液體。

建議切割成約5cm的小段，便于后續操作。

3、分離血管與華通氏膠

在每一小段臍帶上縱向淺切一刀，注意不要切穿血管。

用鑷子輕輕扒開臍帶，露出中央的兩條動脈和一條靜脈。

用鑷子將血管連同包裹的白色膠狀組織（血管周圍的“華通氏膠”）分離出來。

小心操作，盡量避免損傷血管內皮層，減少其他細胞污染。

4、剝離與切塊

剝離下來的“華通氏膠”組織，用剪刀/手術刀切成1~3mm見方的小塊，保持組織濕潤，避免干燥。

組織塊可暫時放在含PBS的離心管中，靜置備用。

二、切割與鋪板：為細胞“安家”

1、準備培養器皿

選擇適合的培養瓶（如T25、T75等），事先用適宜的細胞貼壁底物處理（常見為膠原或專用貼壁液），按說明書比例稀釋并包被，室溫靜置2小時后備用。

2、移植組織塊

用寬口移液器或無菌鑷子，將1~3mm見方的華通氏膠組織塊均勻放置在培養瓶底部。

建議每瓶間距均勻，不要堆疊，確保每塊都有接觸瓶底的機會，有利于貼壁。

3、添加培養基

緩慢加入預熱好的間充質干細胞專用培養基，通常8~10ml/瓶（以T75為例），覆蓋組織塊但不宜太多，以免組織漂浮。

4、初期培養

放入37℃、5% CO?培養箱，靜置5~7天，期間不宜移動，以便組織塊穩定貼壁。

觀察培養基顏色，不宜wan全變黃或干涸，必要時可補充部分新鮮培養基。

三、培養與換液：細胞“爬出”與擴散

1、首ci換液

培養5~7天后，大多數組織塊已牢固貼壁，可進行“半量換液”：傾斜瓶體，用移液器吸走一半舊培養基，慢慢補充等量新鮮培養基。

輕操作，避免擾動組織塊。

2、后續觀察

繼續培養，每3-5天換液一次。隨著時間推移（通常10-14天），會發現細胞逐漸從組織塊“爬”出，鋪展在瓶底，數量逐漸增多。

3、細胞長滿（融合度70~80%）時處理

細胞生長速度根據組織塊數量、初始樣本質量等因素略有不同。一般10~18天左右，細胞可達到傳代標準。

四、收獲與擴增：獲得大量MSC

1、去除組織塊

先棄去培養基，用PBS輕輕沖洗瓶底，去除未貼壁的組織塊及漂浮細胞。

2、消化收獲

加入適量細胞消化液（如胰酶/膠原酶混合液），37℃孵育6~8分鐘。

輕輕拍打瓶壁，顯微鏡下觀察，細胞開始脫落。

3、終止消化與收集

加入等體積含血清或專用消化終止液終止反應。

用細胞濾網（70μm）過濾，收集單細胞懸液，棄去殘余組織塊。

4、離心與再接種

300g離心10分鐘，棄上清，PBS重懸。

細胞計數，按1500~3000個/cm2密度接種到新培養瓶中，繼續擴增。

2-3天后細胞可達70-80%融合度，再進入下次傳代。