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上海士鋒生物組織切片各個步驟中問題解答
點擊次數：2003 發布時間：2013-8-6
1 固定和取材
組織切片的固定劑主要為甲醛和酒精，固定劑可與蛋白質交聯結合、使之變性，組織硬化、結構固定,此外其本身的變性物質可與染料結合，增強著色能力。同時，固定交聯和沉淀蛋白質、脂肪、糖、酶等細胞內物質成分，產生不同的折光率，使得光學顯微鏡下易于更清晰地觀察組織細胞的微細結構。
1.1 減少或去除組織切片中甲醛顆粒
甲醛飽和液偏酸，影響細胞核的染色，特別是放置較久后，易析出沉積在組織切片中，呈細小的黑褐色或黃黑色顆粒物，影響觀察。以甲醛飽和液和pH7.2 的PBS 緩沖液配制的10%中性甲醛固定液（ 體積比為1∶9） 應用zui普遍，效果也相對較好，可以減少和消除甲醛顆粒。如果現場無法配制PBS 緩沖液，可在固定溶液中加入一些普通粉筆，使溶液呈中性或弱堿性。甲醛顆粒易于出現在血液和血漿分布區，以及自然腐敗較重的組織，可作為組織出血和血漿滲出指示劑。
1.2 防止組織固定不良
固定液過濃或過稀釋，滲透組織的能力就差，組織固定不均勻，出現中央區組織固定不良。不僅取材時,組織軟硬不均，切面不平整，影響切片時修平組織觀察面，組織固定不良還會影響脫水、浸蠟、染色等效果（ 表1） 。一般固定液與檢材體積比為1∶10 左右為宜，器官組織*浸泡于固定液中，固定時間3～7 d。自溶腐敗嚴重組織檢材固定時間應適當延長幾天，或增加固定液中甲醛濃度（ 可按1∶8 比例配制） 。環境寒冷時，亦應適當增加固定液濃度。
固定液每天浸透組織約2～3mm，為快速*固定組織檢材，腦、肝、肺、心、腎、脾等較大器官，均應切開后再固定。全腦應線繩懸吊固定（ 普通病理檢驗，先正中矢狀切開胼胝體后固定，可加速全腦固定） ，心應常規切開各房室腔，肺和腎應分別從zui大外緣向肺門和腎門正中切一刀，肝、脾常規平行長軸切成2～3 cm厚片，再予固定。如果固定的器官較大、容器較小或固定液較少時，應于固定3 d 內，翻動器官或更換固定液，以免大器官貼壁面壓平和固定不良。
1.3 避免組織切片厚薄不均和不規則腔隙
取材一般在解剖之后3～7 d 進行，取材時要刀快手穩，切面平整，厚度3～5mm，避免組織塊厚薄不均、觀察面不平整，檢材組織塊大小應略小于所選用的蓋玻片1～2mm，以便封膠*。組織塊記號紙應為70 g以上的復印紙，必須碳素筆標記，以免筆跡被脫水透明掉。組織塊應流動自來水充分沖洗12 h 以上，盡量洗掉和稀釋殘留的甲醛溶質和顆粒。
2 脫水、透明、浸蠟和包埋
2.1 脫水和透明
脫水和透明是影響切片質量的重要環節，要保證脫水的*而又不過度。首先要保證梯度酒精試劑的濃度、容量，要及時更換。脫水不*導致透明時無法置換組織中水分，浸蠟不*，切片時組織中間出現松軟空洞，攤片時切片容易散開，染色時易于脫片、著色不良，蠟塊縮水。脫水時要根據不同的組織、大小、年齡，以及動物的標本，調整各步時間。由于丙酮易揮發，要經常更換，以保持濃度。脫水過度組織塊變硬,切片時易于碎裂。
2.2 浸蠟
*缸石蠟中加入少量二甲苯或低熔點軟蠟，zui后一缸浸蠟和包埋的石蠟的熔點要相同，不然組織與石蠟不能緊密結合，攤片時易解離。浸蠟的時間不宜過長，否則易造成組織塊脆硬，切片如豆腐渣樣。
2.3 包埋
包埋的石蠟應預先溶解一段時間，以保證石蠟密度均勻，初熔石蠟中含有雜質，應去除沉淀或絮狀雜質，保證石蠟干凈、致密，利于切片。應根據不同的季節調整包埋蠟的熔點，冬季用56～58 ℃低熔點蠟，夏秋季用60～62 ℃高熔點蠟。包埋時蠟缸溫度不超過70 ℃，防止石蠟揮發，污染環境。
3 切片、攤片、烤片
3.1 切片
環境溫度高時，切片前可將蠟塊放入冰箱冷藏柜預冷30min。剛包埋好的熱蠟塊不能立刻冷凍，速冷會造成蠟塊裂痕，組織塊易碎。在刀架上放置組織蠟塊時，應注意組織塊包埋方向、組織層次等，使纖維和肌肉走向與切片刀刃平行，較難切的組織部分應放在上面，如皮膚表皮、包膜、胃腸道漿膜等，以減少組織斷裂現象。操作切片機時應用力均勻，避免用力過重。脫鈣的組織、骨髓，以及鈣化組織，應選用固定刀口,以減少刀刃過多的缺口。用毛筆展片時，要防止筆絲進入刀口，以免增加刀刃缺口。為了減少刀片損耗，修片時用已經舊刀片，切片時用新刀片，保持新刀片刃鋒利、不粘蠟，避免切片皺褶和刀痕。刀刃有缺口時，切片出現豁口，刀刃鈍時,切片皺褶、易碎，應及時更換刀口位置或刀片。蠟塊夾不緊或刀片變鈍時，易刀，應重新調整夾板或更換刀片。切片時，動作要輕柔，用力均勻，避免切片厚薄不均。每切一個蠟塊都應該把切片刀和刀架的碎片都清理干凈，避免組織間的相互污染。如遇難切的蠟片時，可用與蠟塊切面大小相仿的薄紙潮濕后貼蠟塊表面上切片，然后將附有切片一面朝上放入水中漂片。切片不完整、皺縮或卷片，可能刀不快或切片角度不對，一旦調準*切片角度和磨刀角度（ 傳統的大切片刀） 后不要隨意改變。
3.2 攤片
攤片的水溫一般為40～45 ℃。攤片時動作要勻速輕柔，避免皺褶和產生氣泡。水溫過高時，切片易離散。出現小氣泡時，可用眼科鑷在水下小心地移除氣泡，以減少脫片和組織破損的機會。室溫低時，撈片時將載玻片放入水中片刻，防止切片褶皺而導致脫片。
3.3 烤片
烤片溫度應為70℃左右，烤片時間不少于30min。溫度過高和時間太長，組織易干固、皺縮，折光增強。
4 染色、封片、歸檔
染色過程中，首先應保證各種試劑的濃度、體積,不能有沉淀。用Harris 蘇木精液時，染色前要先用一張濾紙除去液體表面的結晶，以免污染切片。脫蠟*，不然易出現嗜堿性片狀模糊，毛玻璃樣現象，染色不均。嚴格控制酒精梯度時間，以免水分過快進入細胞，破壞細胞結構，影響染色效果。染色時調節pH 值很重要，在甲醛溶液中固定時間長的組織塊，組織酸化而影響細胞核著色，故應自來水沖洗時間長一些或在稀氨水中處理1～2min，以使細胞核著色較深[4]。胞漿伊紅著色不佳時，可在伊紅溶液中滴加1～2滴冰醋酸。脫蠟之后，在無水乙醇中時間要足夠長，以*洗去二甲苯。嚴格控制分化時間，在顯微鏡下觀察分化效果，一般以細胞核染色清晰而細胞質基本無色為佳。如果過分延長分色時間將導致染色太淺，應重新染色后再行分色。鹽酸酒精分化之后沖水時間不少于5min，盡可能洗去胞質中蘇木素染液，增強返藍效果，使背景不過多染色。染色過程中不要讓切片干枯，以免切片收縮、變形，影響細胞形態。切片經酒精脫水后，入二甲苯時出現白色不透明狀態，脫水不*，應更換酒精、二甲苯，將切片退回*，重新*脫水與透明。透明*的切片顯得干凈、透亮便于觀察。封片樹膠濃度要適中，過稀易出現大氣泡、溢膠污染切片，影響觀片。過稠易出現后薄不均、折光差，及細小氣泡。封固過程中，直接從二甲苯中取出封片,保持二甲苯不揮發，避免組織大片破裂。切片封固后應放置一段時間，樹膠完固后，才能歸檔，以免溢膠切片相互粘連重疊。根據環境溫濕度，一般應放置7～15 d。歸檔切片應放置干燥避光處，避免切片褪色。